Cual es el proceso de la tincion de polimeros

Tinción de metales en su piscina con Joe Laurino de CuLator

La quitina es una gran cadena homopolimérica hidrofóbica de N-acetil-D-glucosamina ligada a β-(1-4) sintetizada por las enzimas quitina sintasa unidas a la membrana (EC 2.4.1.16) (Cohen, 2010). Es un aminopolisacárido presente tanto en la pared celular de los hongos como en el exoesqueleto de los artrópodos, como los insectos, y es responsable de proporcionar rigidez e integridad estructural (Cohen, 1993, 2010; Pillai et al., 2009).

La determinación de las cantidades de quitina se ha descrito anteriormente principalmente para las células de levadura. Sin embargo, se ha hecho basándose en la evaluación de la respectiva liberación de glucosamina a través de la hidrólisis ácida de la quitina (Paech y Tracey, 1956; Chen y Johnson, 1983) o de la desacetilación (Ride y Drysdale, 1972; Lehmann y White, 1975), que son procesos laboriosos y que requieren mucho tiempo.

La cuantificación de la quitina también se ha logrado mediante la hidrólisis enzimática de la quitina y el quitosano, lo que sigue configurando una técnica exigente y desafiante (Subramanyam y Rao, 1987). Otros métodos proponen una cuantificación directa de los niveles de quitina mediante citometría de flujo en células de hongos teñidas con un colorante específico de quitina, el blanco de calcofluor (Costa-de-Oliveira et al., 2013). Sin embargo, este enfoque no es aplicable a las muestras de insectos.

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Reprints and PermissionsAbout this articleCite this articleMaes, T., Jessop, R., Wellner, N. et al. A rapid-screening approach to detect and quantify microplastics based on fluorescent tagging with Nile Red.

Sci Rep 7, 44501 (2017). https://doi.org/10.1038/srep44501Download citationShare this articleAnyone you share the following link with will be able to read this content:Get shareable linkSorry, a shareable link is not currently available for this article.Copy to clipboard

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Inmunohistoquímica (IHC) y recuperación de proteínas de antígenos/epítopos

La microscopía de expansión (ExM) es una herramienta de preparación de muestras biológicas que permite a los investigadores identificar pequeñas estructuras expandiéndolas mediante un sistema de polímeros[1] La premisa es introducir una red de polímeros en muestras celulares o de tejidos y, a continuación, expandir físicamente esa red de polímeros mediante reacciones químicas para aumentar el tamaño de las estructuras biológicas. Entre otros beneficios, ExM permite que esas pequeñas estructuras se visualicen con una gama más amplia de técnicas de microscopía. Se propuso por primera vez en un artículo de 2015 de Fei Chen, Paul W. Tillberg y Edward Boyden[2]. La investigación actual permite ampliar las muestras hasta 16 veces más que su tamaño inicial[3]. Esta técnica ha resultado útil en diversos entornos de laboratorio, como el análisis de moléculas biológicas. La ExM permite a los investigadores utilizar equipos estándar para identificar estructuras pequeñas, pero requiere el seguimiento de procedimientos para garantizar resultados claros.

La microscopía óptica tradicional tiene unos límites de resolución que le impiden distinguir de forma fiable las estructuras pequeñas que son importantes para la función biológica, y en su lugar deben obtenerse imágenes mediante una técnica de mayor resolución, como la microscopía electrónica. Por ejemplo, las vesículas sinápticas tienen un diámetro de entre 40 y 50 nanómetros, lo que está por debajo del límite de resolución comúnmente citado de 200 nanómetros para la microscopía óptica[4] La microscopía de expansión resuelve este problema ampliando la muestra de tejido subyacente. Una ventaja clave de las muestras preparadas mediante microscopía de expansión y microscopía óptica respecto a la microscopía electrónica convencional es que también permite a los investigadores teñir y visualizar moléculas concretas de la muestra, como proteínas o ARN específicos para identificar su densidad y distribución en relación con las estructuras biológicas de interés. El principio más beneficioso de la microscopía de expansión es que no requiere ningún equipo especializado;[5] los materiales para la expansión valen poco o nada en comparación con el precio de un microscopio que podría obtener la misma resolución.

Consejos y técnicas de inmunohistoquímica IHC

Cuando nos envía su muestra, la preparamos y utilizamos tinción negativa, y luego la visualizamos según sus especificaciones y en el plazo que nos indique. Para ver la parte de las imágenes, consulte el servicio de imágenes TEM. Si su muestra requiere centrifugación antes de su uso, indíquenos las mejores condiciones y la velocidad de centrifugación.

Pueden utilizarse muestras fijadas o no fijadas. Las muestras deben resuspenderse en un tampón adecuado (por ejemplo, cacodilato de sodio 0,1M, pH 7,0) o en agua destilada. Es mejor no utilizar tampón de fosfato o PBS, ya que pueden contaminar la rejilla con residuos de sal que tienen que ser lavados después de la tinción, lo que provoca una pérdida de contraste. También deben evitarse los agentes reductores, los detergentes, la sacarosa, el glicerol y las altas concentraciones de nucleótidos, ya que también afectan a la calidad de la tinción.

Esto no siempre es posible, por lo que podemos adherir su muestra (liposomas o similares) a la rejilla, lavar la solución residual y luego realizar la tinción negativa. Esto reduce la formación de artefactos relacionados con el tampón y generalmente mejora la tinción. Si esperamos que se produzcan artefactos relacionados con el tampón, podemos preparar una rejilla de “control”, es decir, una rejilla sólo con tampón teñida exactamente igual, para determinar si los componentes del tampón son la fuente de los artefactos observados.

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